共聚焦原理解析（十一）：熒光壽命成像與熒光共振能量轉(zhuǎn)移

體內(nèi)生化定量
熒光壽命是熒光團在發(fā)射熒光光子返回基態(tài)之前保持其激發(fā)態(tài)的平均時間長度。這取決于熒光團的分子組成和納米環(huán)境。

FLIM將壽命測量與成像相結(jié)合：對每個圖像像素以測得的熒光壽命進行顏色編碼，產(chǎn)生額外的圖像反差。因此，F(xiàn)LIM可以提供關(guān)于熒光分子空間分布的信息和有關(guān)其生化狀態(tài)或納米環(huán)境的信息。 FLIM的典型應(yīng)用是FLIM-FRET。FRET是研究分子相互作用的成熟技術(shù)。它能用來研究蛋白質(zhì)結(jié)合并在埃的尺度上估算分子間的距離。
 
 

FRET—原理
熒光共振能量轉(zhuǎn)移(FRET)描述了存儲在激發(fā)的熒光分子（供體）中的能量向其附近的非激發(fā)的熒光分子（受體）的非輻射轉(zhuǎn)移。FRET的發(fā)生必須滿足三個條件：

• 供體發(fā)射光譜與受體激發(fā)光譜的重疊（圖1）
• 在納米(10^–9 m)級上分子必須非常接近（圖2–4）
• 分子必須具有適當?shù)南鄬Ψ轿?/li>

 
圖1：供體的發(fā)射光譜（此處為ECFP，藍線）必須與受體的激發(fā)光譜（此處為EYFP，黃線）重疊。這一要求意味著FRET對中的兩個分子都具有兼容的能級。

 
 
圖3：在遠大于閾值R₀（也稱為福斯特半徑）的距離r處，無能量轉(zhuǎn)移。

 
圖4：如果分子緊密接觸，則來自激發(fā)光子（藍色箭頭）的能量以非輻射方式轉(zhuǎn)移到受體。后者又發(fā)射光子（黃色箭頭）。該過程(E)的效率與r^–6密切相關(guān)。
 
影響
由于與r^-6密切相關(guān)（圖4），F(xiàn)RET發(fā)生在與生化反應(yīng)高度相關(guān)的空間尺度上，例如蛋白質(zhì)-蛋白質(zhì)或蛋白質(zhì)-DNA相互作用。FRET可以通過靈敏的熒光讀數(shù)來探測分子間的相互作用。這能讓研究人員在體外和體內(nèi)研究分子相互作用。通過合適的熒光標記將兩個相關(guān)的相互作用方連接起來，可以分析雙分子相互作用。FRET還允許構(gòu)建生物探針，通過強烈的構(gòu)象變化導(dǎo)致的分子內(nèi)FRET來報告第二信使的濃度或離子強度。

FRET無疑已發(fā)展成為細胞生物學(xué)、生物物理學(xué)和生物醫(yī)學(xué)成像中廣泛使用的工具。
 
方法論
有很多技術(shù)可以在顯微鏡環(huán)境中檢測FRET。常見的的是基于供體（受體光漂白，F(xiàn)RET AB）或受體（敏化發(fā)射，F(xiàn)RET SE）熒光強度的技術(shù)。

使用標準共聚焦顯微鏡可以輕松應(yīng)用基于強度的FRET。但它也存在缺點。FRET AB不能應(yīng)用于時間序列實驗，并且容易受到供體分子的可逆光漂白或光轉(zhuǎn)換的影響。另一方面，F(xiàn)RET SE受到所有FRET對固有光譜串擾的影響，需要仔細的校準測量以及對所得圖像的線性拆分。本文介紹了一種基于熒光壽命顯微成像 (FLIM) 的FRET測量方法。
 
熒光壽命
熒光過程通常被理解為分子中從電子基態(tài)（S₀）到其激發(fā)態(tài)（S₁）的能量躍遷。（圖5，左）。這種躍遷可由具有適當能量（即頻率或波長）的入射光引起。吸收的能量由熒光分子儲存一小段時間，然后才能作為熒光發(fā)射。分子處于激發(fā)態(tài)的時間稱為熒光壽命。對于許多有機染料和熒光蛋白，熒光壽命通常為幾納秒(10^–9 s)左右。
 
熒光壽命和FRET
從激發(fā)態(tài)弛豫的另一種過程是FRET。通過FRET激發(fā)，能量以非輻射方式轉(zhuǎn)移到受體分子。然后受體分子以熒光方式弛豫（圖5，右）。由于供體發(fā)熒光和能量轉(zhuǎn)移是一個相互競爭的過程，因此在存在FRET的情況下，激發(fā)態(tài)的消耗速率會增加。有人可能會說，供體分子處于激發(fā)態(tài)的時間越長，發(fā)生FRET的可能性就越大。只能觀察到來自供體分子且通過熒光弛豫的光子。轉(zhuǎn)移到受體分子的能量由于受體熒光的波長較長而不會被檢測到。 因此，F(xiàn)RET縮短了供體熒光壽命（圖6）。
 
圖5：FRET對中的能量躍遷。與供體分子中的躍遷能匹配的光被吸收（藍色箭頭）。激發(fā)的供體可以通過熒光（灰色箭頭，左）或通過共振能量轉(zhuǎn)移到受體分子（黑色箭頭）而弛豫。

 
圖6：對激發(fā)后一段時間內(nèi)檢測到的熒光光子數(shù)作圖。激發(fā)脈沖后發(fā)射光子的初始數(shù)量a₀呈指數(shù)衰減。熒光衰減到a₀/e (~ 37%)所需的時間為熒光壽命。由于存在FRET (τ-quench)，壽命τ變?yōu)楦�短的時間。壽命衰減的另一個讀數(shù)是振幅a₀。測量掃描系統(tǒng)中每個位置的壽命會產(chǎn)生壽命的空間圖（見插圖）。
 
熒光壽命成像 (FLIM)
Leica SP8 FALCON使用脈沖激光和單光子計數(shù)檢測器在時域中測量熒光壽命。通過建立檢測到的熒光事件的直方圖來確定壽命�？娠@示單指數(shù)或多指數(shù)熒光衰減。數(shù)值曲線擬合表示熒光壽命和振幅（即檢測到的光子數(shù)）。

由于FRET減少了供體壽命，因此如果無FRET的供體壽命已知，就可以量化FRET發(fā)生的程度。該供體壽命τ作為分析FRET樣品的絕對參考。因此，F(xiàn)LIM-FRET為內(nèi)部參照—這一特點減少了基于強度測量FRET時的很多缺點。由于其熒光壽命是染料的固有特性，因此對其他不利影響（如光漂白、圖像明暗處理、不同濃度或表達水平）具有廣泛的不變性。

使用基于強度的FRET測量的主要限制是所有可觀察的供體分子都經(jīng)歷FRET的基本假設(shè)。通常情況并非如此。供體分子這種變化的“非結(jié)合”組分給測量的FRET效率帶來了相當大的不確定性，使得無法在實驗之間進行比較。FLIM-FRET克服了這一缺點。
 
使用活細胞記錄FLIM圖像
如前所述，F(xiàn)RET效率根據(jù)發(fā)生FRET供體的壽命τ_quench與未發(fā)生FRET的壽命τ的比率計算得出：
 
為此，τ必須從僅包含供體的樣品進行的測量來獲得。必須排除來自受體的任何發(fā)射光。外部檢測器通常使用帶通濾色片。而內(nèi)部探測器可調(diào)節(jié)檢測范圍為只記錄供體發(fā)射光。測量僅供體樣品和FRET樣品時必須使用相同的設(shè)置。
 
活細胞中的CFP-YFP FRET
在該工作中，我們使用由CFP-YFP融合蛋白組成的FRET構(gòu)建體瞬時轉(zhuǎn)染的培養(yǎng)RBKB78細胞（圖7）。兩個熒光蛋白由兩個氨基酸的短連接物連接[1]。這種供體-受體融合也可以作為真實場景中FRET的良好陽性對照。“僅供體”樣品由僅用CFP轉(zhuǎn)染的相同細胞組成（圖7A）。僅供體和FRET樣品（圖7B）的平均壽命可在快速FLIM模式下計算出近似值。壽命分布直方圖表明供體的平均壽命τ為2.1 ns（圖8）。FRET結(jié)構(gòu)的供體壽命為1.4 ns。于是測得FRET效率E = 1 – (1.4/2.1) = 33%。

 
 
 
頂行：圖7：僅用CFP供體（A）和CFP-YFP融合（B）轉(zhuǎn)染的RBKB78細胞。使用光譜型FLIM檢測器將檢測范圍設(shè)置在445-495 nm之間。對彩色區(qū)域進行分析，顏色代表強度調(diào)制的熒光壽命。由德國維爾茨堡大學(xué)Gregory Harms教授提供。感謝Benedikt Krämer博士（Picoquant，柏林）、Jan-Hendrik Spille和Wiebke Buck對本實驗的支持。
底行：圖8：按平均壽命統(tǒng)計樣品中僅供體（黃色）和發(fā)生FRET（綠色）的信號的熒光壽命分布。在FRET樣品中，壽命明顯變短0.7 ns。
 
FRET與無FRET的比率
眾所周知，CFP本身至少有兩個壽命組分[2，3]。此外，我們不知道研究中的所有分子是否都經(jīng)歷FRET。為了公正處理這種復(fù)雜性，人們需要了解平均壽命以外的信息。我們可以進行雙組分擬合，以此得到兩個壽命和兩個振幅。后者能使我們估算一個壽命與另一個壽命的相對比例。尤其是使用振幅可以估算表現(xiàn)出FRET的組分（結(jié)合組分）和不表現(xiàn)出FRET的組分（游離組分）的相對比例。含有較少第二個組分的熒光蛋白，例如EGFP或Sapphire，是此類分析的理想選擇。
 
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